摘要
在气候变暖和人类活动增加的双重压力下，湖泊富营养化和藻类水华暴发导致大量藻源溶解性有机物（algal dissolved organic matter，ADOM）产生，其转化过程是湖泊碳循环研究的重点。为探究湖泊中光化学转化对ADOM微生物转化的影响，本研究以富营养化湖泊——太湖中的ADOM为研究对象，进行18 d的微生物培养以及先自然光照后微生物培养实验。通过紫外-可见光谱法、三维荧光光谱-平行因子分析法、傅里叶变换-离子回旋共振质谱法比较两处理组中ADOM的有色DOM、荧光DOM和分子转化差异，并通过16S rRNA测序技术探究微生物群落变化。结果表明，光照-微生物处理组溶解性有机碳的降解速率明显低于微生物处理组（0.28 d-1 vs. 0.75 d-1）。转化过程中荧光组分和分子的变化显示：光化学过程对类蛋白质/多肽类分子的转化减少了微生物转化的底物，且光化学生成的分子仅有近一半能够被后续的微生物过程利用。微生物处理组细菌多样性显著高于光照-微生物处理组；一些菌属的丰度与DOM组分显著相关，表明光化学过程对ADOM组成的改变是影响微生物群落结构的重要原因。研究揭示了自然光照对ADOM微生物转化的抑制机制，有助于全面理解富营养化湖泊的碳循环过程。
Abstract
Under the dual pressures of climate warming and anthropogenic activities, lake eutrophication and algal blooms have expanded in the world, releasing large amounts of algal dissolved organic matter (ADOM). Its transformation is highly concerned in the field of lake carbon cycling. To reveal the role of photochemical transformation on the microbial transformation of ADOM in lakes, we compared the ADOM transformation in microbial treatment and natural light-microbial treatment. The differences in the transformation of ADOM in these two treatments were compared in detail through ultraviolet-visible spectroscopy, three-dimensional fluorescence spectroscopy-parallel factor analysis, and Fourier transform-ion cyclotron resonance mass spectrometry. In addition, microbial community was explored by 16S rRNA sequencing. The results showed that the solar irradiation greatly inhibited the dissolved organic carbon removal rate by microbial treatment (0.28 d-1 vs. 0.75 d-1). Changes in the fluorescent components and molecular composition demonstrated that photochemical and microbial processes compete significantly for peptide-like components and peptide-like compounds. In addition, only part (about 50%) of the photochemically generated molecules could be utilized by subsequent microbial processes. The bacterial diversity in microbial treatment was significantly higher than that of the light-microbial treatment. The significant correlation between the abundance of some bacteria taxa and DOM components suggested that the alteration of ADOM composition by photochemical transformation had a key influence on the structure of the microbial community. Our study revealed the inhibitory mechanism of natural light on the microbial transformation of ADOM, which is important to understand the carbon cycling within eutrophic lakes.
内陆水体（湖泊和河流）承接巨量陆地输入的碳，其中有机碳在湖泊中的循环转化速率快[1-2]，因此湖泊碳循环是全球碳循环的重要环节。湖水中近90%的有机碳以溶解性有机质（dissolved organic matter，DOM）的形式存在，其来源包括外源DOM（源自陆生植物、土壤有机质和人类活动等）和内源DOM（源自浮游植物等水生生物）[3]。
在全球气候变暖和人类活动增加的双重压力下，水生生态系统中的富营养化和藻类水华暴发已成为全球关注的环境问题[4]。藻类水华暴发后藻细胞的生长及凋亡过程会向水体释放大量糖类和类蛋白等藻源溶解性有机质（algal dissolved organic matter，ADOM）[4-5]。ADOM的产生和迁移转化对湖泊生态系统的结构和功能具有重要影响，是湖泊碳循环的重要组成部分。
光化学转化和微生物转化是DOM转化的两条主要途径。在自然水体中，真光层以上水体中的DOM都可能发生光化学转化过程。研究认为光照对DOM生物可利用性的不同影响取决于DOM的来源和化学成分[6]。与陆地衍生的DOM相比，ADOM具有较低的C/N，因此具有较高的生物可利用性[7-8]。普遍认为陆源DOM经光化学转化会产生低分子量的酸，并释放出营养物质（氮和磷），从而增加生物可利用性[9]，而ADOM经光化学转化则会降低微生物的可利用性[6]。Bittar等培养铜绿微囊藻并提取其DOM，探究DOM光降解和生物降解特性，结果表明紫外线照射下的ADOM光化学过程仅矿化了4%~17%的DOC，并降低了ADOM在随后生物过程中的生物利用度[10]。目前，光化学对DOM转化抑制的可能原因包括：（1）光照过程产生的活性氧物质（reactive oxygen species，ROS）抑制了微生物活性[11-12]；（2）光照过程转化了部分微生物可利用的物质，即光化学过程和微生物竞争底物[10]，但竞争分子的具体组成尚未明确。综上所述，在自然光照（非紫外光）条件下，光化学过程转化的分子组成、光化学是否与微生物竞争底物，以及光化学产生的分子能否促进微生物进一步利用等信息尚未被阐明。
由于DOM组分复杂，研究其转化过程通常需要采用多种表征技术，目前研究使用的表征技术主要分为光谱技术、色谱技术和质谱技术等。三维荧光光谱已被广泛应用于精确划分 DOM 的结构和含量，与平行因子分析相结合可快速识别荧光成分，反映大多数基本化学成分[13]。然而，由于环境中 DOM 的复杂性，光谱学在获取特定分子信息方面存在局限性。傅里叶变换-离子回旋共振质谱法可准确检测分子式的质量电荷比，从而可以在分子层面和详细化学性质上对DOM的组成进行探讨[14]。
针对以上问题，本研究详细探讨了自然光照对ADOM微生物转化的影响。实验设置微生物处理组和光照-微生物处理组，通过比较反应过程中溶解性有机碳（DOC）、有色DOM（CDOM）、荧光DOM（FDOM）浓度变化，以及反应前后碳分子组成和微生物群落的变化，阐明自然光照对ADOM微生物转化的可能影响途径。研究结果有助于理解ADOM在湖泊水体中的转化过程。
1 材料与方法
1.1 样品采集及处理
ADOM提取：在中国科学院太湖湖泊生态系统研究站太湖梅梁湾处（31°25′12″N，120°34′34″E）采集新鲜的蓝藻样品，现场用筛网浓缩过滤后将藻浆置于保温箱中低温保存，并在6 h内转移回实验室。首先用去离子水清洗藻浆2次，再用液氮反复冻融藻浆3次，获得细胞已裂解的藻浆[15]。将藻浆冷冻干燥得到藻粉，藻粉低温保存（-20℃）待用。将藻粉研磨后过孔径为150 μm的筛网，过筛后的藻粉和去离子水以0.25 g∶100 mL 比例混合，在25℃室温下搅拌30 min，将混合溶液高速离心（转速8000 r/min，10 min），并将上清液经0.2 μm滤膜（Millipore，PES Membrane）过滤，制得ADOM储备液。ADOM储备液置于4℃低温保存并待后续使用。经测定，ADOM储备液DOC浓度为290 mg/L。需要注意的是，本文提取的ADOM仅限于胞内有机质，并未将胞外有机质考虑在内，这可能存在一定的局限性。由于胞内有机质和胞外有机质的降解速率和途径可能不同，且胞外有机质通常更易被微生物降解[16]，因此，仅研究胞内有机质可能会低估ADOM的生物降解性。
1.2 实验设置
实验于中国科学院南京地理与湖泊研究所室外进行。每天使用高光谱光测量设备 RAMSES（TriOS，德国）每2 h测量一次太阳光谱（8：00—18：00），实验期间日平均太阳光谱和反应器内光谱图见附图Ⅰ。取ADOM储备液经0.2 μm膜（Millipore，GVWPO2500）过滤后，稀释至10.0 mg/L作为初始溶液，下文简称为ADOM溶液。设置微生物处理组（实验培养18 d）和光照-微生物处理组（光转化7 d后，遮光并接种微生物进行11 d培养），每组设置3个平行。
微生物（M）处理组：菌种取自实验地点附近的富营养化湖泊湖水，湖水经1.2 μm滤膜过滤（Whatman GF/C，1822-047）以去除浮游动物、浮游植物和碎屑等。将1.3 L的ADOM溶液和接种液（体积VADOM∶V接种液=19∶1）混合加入至1.5 L的无菌反应器（聚对苯二甲酸乙二醇酯（PET），自然光的平均透光率约为80%）。反应器用三层铝箔包裹以避光。分别于第0、1、2、4、7、8、9、12、15、18天采样。
光照-微生物（L-M）处理组：取与M相同体积的ADOM溶液加入至反应器中。光照辐射7 d后，接种相同菌种（体积VADOM∶V接种液=19∶1）并避光处理，继续培养11 d。采样时间点同M组。
样品经0.22 μm滤头（Millipore，SLGPR33RB）过滤后储藏于4℃冰箱，在3周内完成测样。
1.3 ADOM组成的测定
1.3.1 溶解性有机碳（DOC）浓度测定
DOC浓度采用总有机碳分析仪（TOC仪，美国Tekmar Torch）测定。
1.3.2 紫外-可见光全波扫描光谱（UV-Vis）分析
采用紫外可见吸收光谱仪（Perkin-Elmer Lambda35，美国）测定吸光度。以Milli-Q 超纯水为参比，光谱扫描范围为200~800 nm，间隔为1 nm。计算和校正吸收系数，具体方法见附件一。
另外计算了光谱指标E2/E3、SR、SUVA254。E2/E3为a250和a365之比，其值与相对分子质量大小呈反比，E2/E3＞ 3.5时，DOM中的富里酸含量大于胡敏酸[19]。SR为275~295 nm处光谱斜率与350~400 nm处光谱斜率的比值，与分子量大小呈反比，SR＞1，说明DOM 主要源于内源（如植物和微生物的分解产物）[20]。SUVA254为254 nm下的吸光度与DOC浓度和光程路径的比值，表征DOM的芳香化程度，其值小于3.0表明该DOM主要源于微生物，大于4.0代表DOM主要为陆源[21-22]。
1.3.3 三维荧光光谱结合平行因子分析（EEM-PARAFAC）
荧光光谱仪（日立F-7000）激发波长范围为250~450 nm，间隔5 nm；发射波长范围为250~550 nm，间隔1 nm。空白参比选用Milli-Q水。利用实验获得的（60个）样品EEM数据建立EEM-PARAFAC模型。模型建立前对三维荧光光谱进行校正：①根据UV-Vis数据进行内滤效应校正；②以Milli-Q水作为空白扣除；③利用Milli-Q水的拉曼单位进行归一化处理校准荧光强度的变化。利用DOMFluor工具箱在MATLAB R2008a软件中获得6个组分模型（C1~C6，通过随机初始化和二分法验证模拟结果的可靠性。结果鉴定出6种荧光组分，包括3种类腐殖质组分（C1、C2 和 C4）和3种类蛋白质组分（C3、C5和C6）。C1（激发/发射波长最大值=275（365）/450 nm）和C4（激发/发射波长最大值=270（355）/440 nm）被认为是普遍存在的类腐殖质组分[23-25]，C2（激发/发射波长最大值=285（335）/410 nm）被认为是微生物衍生的类腐殖质组分[26-28]。C3和C5的激发/发射波长最大值分别为275/330 nm和280/375 nm，通常被认为是源自藻类和微生物的类色氨酸组分，C6（激发/发射波长最大值=275/305 nm）被认为是类酪氨酸组分[29-30]。
1.3.4 傅里叶变换-离子回旋共振质谱（FT-ICR MS）分析
样品中DOM经固相萃取后提纯[31]。纯化样品以甲醇∶水溶液（体积比1∶1）溶解后于9.4 T FT-ICR MS仪器（Bruker-solariX，德国）进行分析。仪器针电压为3.5 kV，样品注入速度为3.0 μL/min，m/z扫描范围为100~800，运行负电离子喷雾模式将有机分子离子化。利用SRFA标准样品的分子峰进行仪器误差校正，信噪比S/N＞6。分子式的匹配方法详见附件二。
1.4 微生物测序及多样性分析
反应结束后，取300 mL样品，将微生物过滤于0.2 μm滤膜（Millipore，PES Membrane）上。滤膜放置冻存管保存在-20℃冰箱，3个月内完成测序[36-37]。本研究选择以靶向细菌V4-V5高变区为研究对象，以515F（5′-GTGCCAGCMGCCGCGG-3′）和907R（5′-CCGTCAATTCMTTTRAGTTT-3′）为引物，使用16S rRNA PCR技术对该菌V4-V5高变异区域基因进行扩增并进行测序，得到细菌群落的DNA序列[38]。细菌alpha多样性由Shannon指数和Richness表示。
1.5 数据分析处理
采用非线性模型二元G模型拟合ADOM的衰减动力学，即：
(1)
式中，%DOMt代表反应第t天时DOM的剩余百分比；%DOMl和%DOMr分别表示ADOM中可降解和不可降解组分占比；k是可降解DOM的一阶衰减常数（d-1），t表示反应时间（d）。在Origin 2022 （OriginLab， Northampton， MA， USA）中进行拟合。
统计分析使用 R 3.6.1（R Core Team，2021），绘图使用 R包 “ggplot2”。采用单因子方差分析各组分在两处理组间的变化差异，均值检验分析不同处理组间群落多样性（Shannon和Richness），Spearman相关性用于分析DOM性质与微生物属之间可能存在的联系。***表示P＜0.001，**表示P＜0.01，*表示P＜0.05；ns表示不显著。
2 结果与讨论
2.1 初始ADOM组成
初始ADOM的吸收系数a254、a280以及a350分别为（25.06±0.06）、（21.30±0.03）和（6.36±0.06）m-1。E2/E3和SR分别为8.56±0.05和1.07±0.01，SUVA254值仅为（0.94±0.29）L/（mg·m），表明初始ADOM主要来自内源，且含量以分子量较小的富里酸为主。
C1~C6的荧光强度分别为（1.25±0.19）、（0.81±0.18）、（1.25±0.08）、（0.76±0.06）、（0.32±0.04）和（0.26±0.09）R.U.。其中 C1和C3相对丰度最高，分别占总荧光强度（Ftotal）的26.85%±3.44%和26.85%±1.63%；类腐殖质组分和类蛋白质组分分别占总荧光强度的60.78%和39.22%。
FT-ICR MS结果显示初始ADOM的平均分子量（基于分子强度加权计算）为353.26 Da。各类分子分布如图1所示。基于分子强度计算各组分占比依次为：脂肪族（43.28%）＞ 肽类（20.44%）＞ 高度不饱和低氧化合物（17.43%）＞ 高度不饱和高氧化合物（6.95%），糖类、芳烃占比较小（0.81%、1.03%）。
图1初始ADOM高分辨率质谱Van Krevelen图
Fig.1Initial ADOM high-resolution mass spectra Van Krevelen plot
表1M和L-M处理中DOC和CDOM吸收系数衰减动力学的拟合结果
Tab.1 Fitting results of DOC, CDOM decay kinetics in M and L-M treatments
2.2 微生物、光照-微生物组中ADOM组成的变化
2.2.1 DOC和CDOM的变化
ADOM的DOC浓度和CDOM吸收系数在18 d内迅速变化，且M和L-M处理下差异明显（图2）。二元G模型拟合结果表明（表1），L-M处理组DOC的降解速率明显低于M处理组 （0.28 d-1 vs. 0.75 d-1），L-M组中可转化DOC的含量比M处理组的低11.59%（52.34% vs.63.93%）。在 M 处理组中，a254、a280和a350的可转化占比分别为58.30%、41.81%和67.15%。而随着 CDOM 吸收波长的增加，k值降低：a254、a280和a350的 k 值分别为0.72、0.70和0.09 d-1。在 L-M处理中可转化的CDOM较M组略有提高，a254、a280和a350的可转化占比分别为75.11%、59.31%和75.84%；而与 M处理相反，随着 CDOM 吸收波长的增加，k 值增加，分别为0.22、0.23和1.39 d-1。结果表明，微生物组中a254、a280和a350的衰减速率分别是L-M处理的3.27、3.04和0.06倍。自然光照可能会抑制微生物对较短波长吸光物质的转化，但会促进较长波长吸光物质的转化。
图218 d内DOC、a254、a280和a350的变化（点表示样本平均值，误差棒表示标准偏差，曲线表示衰减动力学的拟合结果。**表示差异高度显著，P＜0.01； *表示差异显著，P＜0.05；ns表示差异不显著）
Fig.2Changes of DOC, a254, a280 and a350 during 18 days（Dots denote the averaged values, error bars indicate the standard deviation, and curves are the fitting results of the decay kinetics. ** denotes highly significant difference, P＜0.01; * denotes significant difference, P＜0.05; ns denotes non-significant difference)
与 CDOM 吸光系数在反应过程中持续下降不同，经M处理和L-M处理转化的6种荧光组分变化趋势更为复杂。类腐殖质组分C1、C2和C4在M和L-M处理中表现出显著差异（图3）。在M处理中，C1在一定范围内（0.85 R.U.）波动；C2在前 2 d有所增加，随后逐渐下降；C4在2 d内迅速降低，随后2 d内再次增加，之后变化不大。而在L-M处理中，C1在前2 d迅速下降至0.10 R.U.，在随后的16 d中保持不变；C2在第1天快速增加后迅速减少（第1~7天），在后续的微生物培养过程中略有上升；C4前7 d的变化在两个处理组间相似，但在L-M处理7 d后有所下降，而后逐渐降低并在12天后保持不变。
类蛋白质组分C3、C5和C6的荧光强度变化在两个处理中表现相似。类色氨酸组分C3在第1天内增加，而后3 d内迅速降低，第4天后C3转化速率逐渐降低；C5在2个处理组中荧光强度波动均较小；类酪氨酸组分 C6的变化在两处理组之间无明显差异（图3）。
图318 d内M处理和L-M处理荧光组分C1~C6强度的变化（点表示平均值，折线代表变化趋势，误差棒表示标准偏差。***表示差异极其显著，P＜0.001；**表示差异高度显著，P＜0.01；*表示差异显著，P＜0.05；ns表示差异不显著）
Fig.3Changes of fluorescence components C1-C6 during 18-day M and L-M treatments （Dots denote the averaged values, the broken line represents the trend of fluorescence intensity over time, error bars indicate the standard deviation. *** denotes extremely significant difference, P＜0.001; ** denotes highly significant difference, P＜0.01; * denotes significant difference, P＜0.05; ns denotes insignificant difference)
2.2.2 ADOM分子组成变化
在 L-M 和 M 处理下，ADOM分子组成发生了变化（图4）。在 M 处理组中，经过 7 d后，ADOM组分主要由高度不饱和低氧化合物（30.61%，基于分子强度加权）和脂肪族（36.77%）组成；高度不饱和低氧化合物的占比上升13.18%，而肽类和脂肪族分子占比分别下降 7.36% 和6.5%；其他组分的分子强度占比变化较小。经过18 d后，ADOM主要由脂肪族（28.42%）和肽类（39.99%）组成。与7 d相比，变化较大的是高度不饱和低氧化合物（-15.58%）、脂肪族（-8.35%）和肽类（+26.91%）。在L-M处理组中，经 7 d自然光照后高度不饱和低氧化合物从17.43%增加到24.99%，占比增加7.56%。后续微生物转化中肽类占比降低6.07%。
质谱结果表明，“光降解分子”和“微生物降解分子”之间存在相似的分子（图5）。通过对比M处理组微生物培养7 d前后ADOM分子组成，第7天消失的分子被定义为“微生物降解分子”。对于L-M处理组，光照7 d前后消失和新生成的分子被定义为“光降解分子”和“光产生分子”；对比继续微生物培养11 d前后分子组成，消失的分子被定义为“后续微生物降解分子”。“微生物降解分子”的总强度占M处理组初始分子总强度的10.57%，主要包括肽类分子（20.78%）、高度不饱和高氧化合物分子（9.55%）和高度不饱和低氧化合物分子（12.45%）。与微生物转化过程相比，光化学对脂肪族和高度不饱和分子的降解能力较弱。“光降解分子”的总强度占L-M处理组初始分子总强度的15.26%，其中肽类占初始分子总强度的10.18%，且占初始肽类分子强度的49.78%，说明光降解了近一半的肽类分子，表明肽类物质对光照极其敏感。初始ADOM中强度占比最大的脂肪族（43.26%）和高度不饱和低氧化合物分子（17.27%）仅4.22%和8.12%被光转化，这表明光对其降解能力较弱。
图4M和L-M处理组转化过程ADOM分子组成变化
Fig.4Changes in the composition of ADOM molecules during the transformation process in the M and L-M treatments
图5光降解分子和微生物降解分子强度的对比：（a）光降解分子和微生物降解分子的相对峰强散点图， （b）两个处理组7 d降解的分子占各组分初始强度的比例
Fig.5Comparison of the intensity of photo-degraded and mic-degraded molecules: (a) Scatterplot of relative peak intensities of photo-degraded and mic-degraded molecules, (b) the percentage of molecules degraded by two treatments in 7 days to the initial strength of each component
结果表明，光产生分子仅有部分被微生物再次利用。对比“光产生分子”和“后续微生物降解分子”（图6），发现两者重叠分子仅占光产生分子的一部分，不同类型的光产生分子被利用的程度也不同：光生成的脂肪族、肽类化合物、高度不饱和低氧化合物中约50%能被利用，而高度不饱和高氧化合物仅有23.7%能被利用。
图6光产生分子和后续微生物降解分子数的对比：（a）Ⅰ 指光产生分子数，Ⅱ 指后续微生物降解分子数， Ⅲ 指两者重叠部分的分子数，（b）Ⅰ 和 Ⅱ 重叠部分占光产生分子的比例
Fig.6Comparison of photo-produced and submic-degraded molecules: (a) Ⅰ refers to the number of photo-produced molecules, Ⅱ refers to the number of submic-degraded molecules, and Ⅲ refers to the number of molecules in the overlapping part of the two, and (b) the percentage of the overlapping part of Ⅰ and Ⅲ as a percentage of photo-produced
2.3 微生物群落变化
经过18 d的实验处理，M和L-M处理组微生物的多样性较初始均显著提高（图7a，b），其中M处理的Shannon和Richness值分别为4.42和947，显著高于L-M处理组的4.04和817（P＜0.05）。
相较于初始样品，18 d后两个处理组的细菌群落发生了改变。在纲水平上，接种液中Gammaproteobacteria为绝对优势菌纲，占比为92.86%，其次为Bacteroidia（3.71%）和Alphaproteobacteria（2.14%）。反应结束后，M和L-M处理组中的优势细菌为Gammaproteobacteria （分别占60.9%和52.8%）、Bacteroidia（分别占24.20% 和 25.22%）以及 Alphaproteobacteria（分别占11.60%和14.7%）。相比M处理组，L-M处理组中 Bacteroidia和Alphaproteobacteria占比略有上升，但Gammaproteobacteria下降了8.1%。
在属水平下，接种溶液中Pseudomonas为绝对优势菌属，占比达到89.86%。经过18 d的微生物转化后，M处理组Pseudomonas占比降至6.24%，而Massilia占比增长至23.76%，Undibacterium占比上升至2.98%。第18天时L-M处理组3种优势菌属分别为Undibacterium（14.19%）、Sphingomonas（5.29%）、Parasediminibacterium（3.58%）。相较于M处理组，L-M处理组Parasediminibacterium、Undibacterium、Sphingomonas的占比分别增加了3.57%、11.21%、3.45%，而Massilia、Pseudomonas占比分别减少23.45%和3.47%。
微生物群落结构与ADOM相关分析结果表明：Pseudomonas与ADOM联系紧密，与a254、a280、DOC、Ftotal、C1、C5呈显著正相关（图8，P＜0.05）；Massilia与C6呈显著负相关（P＜0.05）；Cupriavidus与C6及S275-295呈显著负相关（P＜0.05）。
3 讨论
本研究表明，光化学过程对ADOM的转化过程产生了不可忽视的影响。L-M处理组和M处理组中DOC和CDOM的转化速率和转化量表明，光化学处理抑制了ADOM的降解速率，且减少了可转化的DOC量。FDOM的转化过程验证了光照对类蛋白物质的转化。
ADOM富含不吸光物质，如多糖和碳水化合物，这些有机物可促进微生物代谢[39]，具有较高的生物可利用性[8，40-41]，因此光化学过程对ADOM的转化研究并不多。本研究中，ADOM在不同波段的吸收系数a254、a280以及a350的值分别为25.06、21.30和6.36 m-1，说明其在紫外波段具有一定的吸收能力。我们前期的研究证实了ADOM在紫外光照（500 W汞灯）能快速降解，CDOM（以a355计）在12 h内转化70%以上[42]。本研究采用的光源为自然光照，L-M处理组2 d a350转化率接近70%，7 d DOC矿化率达到40%；这说明在自然条件下，ADOM也能发生有效的光化学转化；该过程对富营养化湖泊碳循环的影响不可忽略。
图7微生物初始、M和L-M 转化18 d的群落组成和α多样性：（a）Shannon多样性指数，（b）Richness丰富度（***表示差异极其显著，P＜0.001；**表示差异高度显著， P＜0.01；*表示差异显著，P＜0.05），（c）纲水平相对丰度，（d）属水平相对丰度
Fig.7Microbial community and α-diversity of the initial, M and L-M community during18 days： (a) Shannon index, (b) Richness index (*** indicates a extremely statistically significant difference, P＜0.001; ** indicates a highly statistically significant difference, P＜0.01; * indicates a significant difference, P＜0.05) , (c) relative abundance at the phylum level, (d) relative abundance at the genus level
图8ADOM含量和性质与微生物群落结构的相关分析（*表示P＜0.05，**表示P＜0.01）
Fig.8The correlation analysis between ADOM content and microbial community structure (*:P＜0.05, ** : P＜0.01)
不同波长吸光度对光的敏感性不同，在L-M处理组前7 d的自然光转化过程中，较长波长a350的转化更快，但是a280也能快速转化（图2）。据报道，a280与类蛋白化合物呈正相关[43]，而a350则与类腐殖质物质更相关[39，43]。因此，a350和a280在L-M处理组前7 d的下降表明，自然光照促进了类蛋白和类腐殖质物质的转化。FDOM的变化与CDOM转化相互印证。在L-M处理组前7 d的光照下，类腐殖质组分C1和类蛋白质组分C3的荧光强度均能快速下降（图3）。而且，C3在L-M处理组前7 d与M处理组前7 d的变化趋势非常相似，说明光化学过程转化了生物可利用物质C3，从而可能对微生物生长和转化DOM产生抑制。
相比于吸收光谱和荧光光谱仅能表征具有吸光性质的DOM，FT-ICR MS数据在分子水平上提供更全面的信息。结果显示，肽类分子对光最敏感，其次是具有高度不饱和结构的物质，脂肪次之。微生物降解分子中，也出现了类似的结果。相比两种处理对不同类型分子的转化，肽类分子对光更敏感，而脂肪族和高度不饱和化合物更容易被微生物利用。首先，在光降解处理下，肽类物质的降解占其初始组分的近50%（图5），这表明光能够有效破坏小分子肽类物质。但需要注意的是，这并不代表光转化过程能够比微生物过程转化更多的肽类物质，因为7 d内光能够分解的ADOM含量低于M处理组。其次，与7 d相比，微生物处理18 d时，肽类物质含量升高，可能是由于微生物群落的分泌活动和代谢物质循环。微生物不仅分解有机物，还可能通过胞外酶活性释放新的肽类物质，或者肽类物质作为微生物死亡后的残留物质被释放到环境中。而L-M处理组中肽类物质还可以被微生物继续利用 （图6显示光生成的约46.32%的肽类被降解），因此肽类占比进一步减少。综上，L-M处理组的DOC降解量相较于M处理组较少，可能归因于光照过程转化了ADOM的分子结构，使得一些物质的生物可利用性降低（例如光转化了一些肽类分子，而生成的肽类分子不能被微生物完全利用），因此L-M处理组转化的DOC更少。
FT-ICR MS说明光化学过程竞争了微生物的底物，特别是肽类物质；这可能是ADOM微生物转化被抑制的原因之一。Amado等[44]对富营养化湖泊中ADOM降解的研究中也发现，光化学过程可抑制生物 DOM 降解（抑制率为17%），这种抑制源于微生物底物之间存在竞争：光化学降解也能有效降解某些易被细菌降解的ADOM，例如一些氨基酸（色氨酸、酪氨酸、组氨酸等）。这些氨基酸对光生单线态氧极其敏感，容易被氧化，从而抑制细菌生长；由于竞争关系，DOC降解效率降低了约2%。这可能解释了ADOM微生物转化被抑制的原因。
另一方面，光化学转化生成的分子仅有一部分被利用，其中生成的肽类、脂肪和高度不饱和低氧化合物有近一半能被后续的微生物转化利用，而光化学生成的高度不饱和高氧化合物仅有1/4能被利用。本研究表明，光化学反应对ADOM有很强的转化作用，而且不同于陆源DOM——其经光化学转化后生成一些小分子酸，能较好被微生物利用；ADOM的光化学产物中超过一半的分子不能被微生物利用。这使得整体DOM的生物可利用性降低，更多的DOC留存在水体中。有相当部分（约50%）的光化学产生的肽类分子在后续难以被微生物利用，这与高海拔湖泊含氮有机质（如蛋白质）的累积相一致，原因可能是光照改变了易被微生物利用的类蛋白质的结构[45]。
本研究发现，光化学对微生物的生长和结构均产生了一定的影响。光对微生物生长产生影响的原因，有研究认为是光照过程产生的活性氧物质（ROS），而ROS的强氧化作用易对微生物产生损害[46-48]。本研究中，L-M处理组光照与微生物培养是分开的，且在光照结束后，间隔12 h才加入接种液；由于ROS的寿命非常短，因此光照产生的ROS对后续微生物的损害概率很小，可见本研究中不存在这一影响机制。因此，光化学更可能是通过改变DOM的分子结构来影响微生物群落。近年来，由于DOM表征的精细化程度提高，如EEM-PARAFAC和FT-ICR MS的结构，DOM组成对微生物群落影响研究更加细致。有研究根据微生物OTU 与荧光成分之间的相关性进行了网络分析，以确定与荧光成分转换相关的核心细菌，结果显示类色氨酸组分与少数核心细菌呈正相关，表明这些细菌可以产生和携带色氨酸[49]。菌属与FDOM组分存在显著的相关性，例如Pseudomonas属与C1和C5组分呈正相关，Massilia、Cupriavidus属与C6呈负相关。Pseudomonas属是一类代谢能力非常多样的细菌，能够有效分解多种有机物质，包括某些类蛋白质化合物[50-51]。Pseudomonas属与C1的正相关性表明，在有机物循环中，Pseudomonas属可能通过分泌特定的酶类或小分子代谢物，促进腐殖质组分的生成或维持其稳定性。研究表明，Cupriavidus属细菌能够通过分泌蛋白水解酶降解类蛋白质有机物，这种能力使它们在富含类蛋白质的环境中具备竞争优势[52]。而Massilia属细菌是革兰氏阴性菌，常见于土壤、水体和植物根际环境中，但其代谢能力和适应性与Pseudomonas属等降解类蛋白组分能力较强的菌群相比可能有所不同。Massilia属可能缺乏有效降解和利用类蛋白质有机物的特定酶系，因此在富含类蛋白组分的环境中，它们的生长可能受到抑制，表现为负相关关系[53]。类蛋白组分的光降解过程可能会改变环境中DOM的组成，产生对Massilia属不利的条件。例如，光降解产生的氧化产物可能抑制Massilia属的生长，而耐受性细菌受影响较小，表明Massilia属与其他更能适应这些光降解产物的细菌竞争时，往往处于劣势（图7）[54]。可见，光降解过程能够极大影响DOM的组成和结构，进而影响微生物的代谢路径和群落组成。光降解可将复杂的腐殖质组分降解为更简单的有机分子，改变微生物可利用的碳源结构[55]。在这种情况下，能够利用光降解产物的微生物可能会表现出增殖，而无法适应这些条件的微生物（如Massilia属）生长则会被抑制，因此可能会导致微生物群落结构的变化。
4 结论
1）通过ADOM的降解实验，利用EEM-PARAFAC建立了组分模型，鉴定出6个荧光组分，其中类腐殖质和类蛋白质组分分别占总荧光强度的60.78%和39.22%。FT-ICR MS数据显示，初始ADOM含有43.28%的脂肪族和20.44%的肽类分子。
2）光照对类蛋白物质的转化在CDOM和FDOM中均有体现，FT-ICR MS数据在分子水平上提供更全面的信息。结果显示光化学过程竞争了微生物底物，特别是多肽类，这可能是ADOM微生物转化被抑制的一方面原因。另外，光化学转化生成的多肽类、脂肪烃等分子仅有一部分被利用，其原因可能是光照改变了易被微生物利用的类蛋白质物质的结构。
3）光化学可能通过改变DOM分子结构影响微生物的生长和结构。光化学过程增加了组分的分子多样性，从而改变微生物的群落结构，因此光化学过程和微生物过程彼此在相互推动 DOM 转化途径。
4）在富营养化湖泊的ADOM中，光的作用不仅体现在对ADOM直接矿化和氧化馏分的能力上，还体现在光对微生物群落结构的影响上，该过程对富营养化湖泊的碳循环的作用不可忽略。
5 附录
附图Ⅰ和附件一、附件二见电子版（DOI: 10.18307/2025.0412）。
